Фармакокинетика лекарственного средства Таурин

Литературная справка

Биологически активной основой таурина является таурин. Уже в ранних работах широко исследовалось всасываемость, распределение и выведение экзогенного таурина, главным образом, в связи с изучением его природных функций в организме.

Экспериментальные данные, полученные на крысах (Awapara, Mauz, 1957), показывают, что после внутривенного введения таурина – S35 - наиболее активно его абсорбция протекает в почках, где максимальная радиоактивность отмечается уже через 15 минут после введения препарата. В последующем содержание таурина в почках постепенно уменьшается. По данным Boquet, Fromageot (1965), через 30 минут после инъекции таурина - S35 радиоактивность в почках в 2 раза выше, чем в плазме.

В печени через 30 минут достигается изотопное равновесие с плазмой (Boquet, Fromageot, 1965). Максимальная активность наблюдается через 1-2 часа, а затем следует ее снижение. В селезенке активность, обусловленная меченым таурином, быстро возрастает и затем снижается очень медленно, уменьшаясь вдвое только к 8 суткам. В тканях скелетной мускулатуры и сердца возрастание активности происходит медленно. Заметное увеличение наблюдается только спустя 4 часа. Максимальных значений концентрация меченого таурина в мышечной ткани достигает через 2-4 суток и остается на этом уровне вплоть до 12-го дня.

В кишечнике максимальная активность проявляется через 30 минут и сохраняется на этом уровне в течение 2 суток.

Одновременно происходит выведение таурина. Из общего количества выводимого таурина 90% выделяется с мочой и 10% с экскрементами (Boquet, Fromageot, 1965).

Через 24 часа после введения меченого таурина с мочой и экскрементами выводится 51,5% метки. Оставшегося в организме таурина к этому времени содержится: в печени - 0,73%, в почках -0,84%, в крови - 7,6%, в коже и волосах - 6%, в скелетной мускулатуре - 13% (Portman, Mann, 1955).
Через 48 часов в организме остается немного более 40% меченого таурина, причем дальнейшее его перераспределение приводит к уменьшению активности в почках и к увеличению в мышечной ткани (Awapara, 1957).

Поскольку через сутки после введения экзогенного таурина даже в больших количествах выделение его с мочой возвращается к норме (Sicuteri и соавт., 1969), дальнейшая судьба введенного препарата не должна чем-либо отличаться от судьбы эндогенных запасов таурина. В связи с этим 12-13-дневный период полуобновления для эндогенного таурина можно с полным основанием рассматривать и как период полувыведения экзогенного таурина у крыс.

У человека, при внутривенном введении за 24 часа выводится 44% таурина (Sicuteri et al., 1969), при пероральном - 60-87% (Roe, Weston, 1965), т.е. почти в два раза больше. Возможно, что это связано с влиянием кишечной флоры, которая активно разлагает его до сульфатов. Так, по данным Schram, Crokaert (1957), через 48 часов до 50% активности выводимого таурина определяется в виде сульфатов. В целях ослабления действия кишечной флоры авторы с успехом применяли смесь террамицина и сульфогуанидина.

Сведения по концентрации таурина в плазме после введения меченого препарата в достаточной степени противоречивы. Так, по данным Block и соавт. (1969), пероральное введение таурина людям в количестве 5 г приводит к увеличению его концентрации в плазме через I час после инъекции с 1,37 до 19,54 мг/100мл. Спустя 2 часа уровень таурина уменьшается до 14,78 мг/100 мл, а спустя 4 часа - до 6,55 мг/100 мл. По данным Sicuteri и соавт. (1969), через 1 час после внутривенной инъекции меченого таурина (1,5 г) также отмечено увеличение его содержания в плазме. Через 6 часов концентрация таурина в плазме немного превышала норму.

В обеих работах динамика изменения концентрации введенного таурина в плазме описывается сходным образом, однако количественное сопоставление полученных значений практически невозможно из-за несоответствия фоновых данных.

В нормально функционирующем организме внутриклеточная концентрация таурина поддерживается на постоянном уровне, поэтому введение дополнительного количества его в организм сопровождается, по крайней мере, в течение первых суток усиленной экскрецией с мочой. Так, при внутривенном введении 16 г таурина с мочой в течение первых суток выводится 582 г таурина при норме 74 мг. В последующем тауринурия почти не отличается от нормы (Sicuteri и соавт., 1969). Неизменность эндогенных запасов сохраняется, видимо, за счет некоторого уменьшения неосинтеза.

Однако при некоторых нарушениях метаболизма, сопровождающихся истощением эндогенных запасов таурина (например, при пиридоксиннедостаточности у крыс), инъекция таурина не вызывает усиления его экскреции (Schram, Crokaert, 1957). В связи с этим логично предположить, что и при других заболеваниях, особенно в тех случаях, когда таурин оказывает лечебное действие, инъецированный таурин больше будет утилизироваться поврежденными тканями.

В более поздних работах подробно исследовался транспорт таурина и его распределение в отдельных анатомических структурах в связи с функциональной нагрузкой данного вещества в органах и тканях.

Практический интерес представляют прежде всего работы по накоплению таурина в сетчатке. Авторадиографические исследования показали, что при внутривенных инъекциях крысам и лягушкам таурин аккумулируется в пигментном слое, а затем появляется во внешнем ядерном слое сетчатки (Yonng R.W.,1975). Эдвардc (1977) показал, что ретинальный пигментный эпителий крысы в культуре активно накапливает таурин из среды против градиента концентраций с кратностью от 100 до 400. Аналогичные данные получены (Lake et al.,1978) на изолированной сетчатке крыс, мышей, морских свинок, кошек и др., которые подтверждают тропность таурина к слоям с фоторецепторными клетками.

Pourcho (1977): исследовал распределение 35S - таурина в сетчатке мышей при внутриглазном и внутрисосудистом введении. Он не нашел различий в локализации таурина при разных способах введения. Максимальная концентрация вещества обнаружена в фоторецепторных клетках и клетках Мюллера.

Высокое содержание таурина и большую мобильность его при различных патологических дистрофических состояниях и световом воздействии исследователи непосредственно связывают роль в регуляции мембран в реализации световых квантов и с участием в проведении нервного импульса.

Экспериментальные данные

Эксперименты были выполнены с целью изучения кинетики накопления экзогенного таурина (активной основы препарата таурин) в глазных тканях in vivo и in vitro.

В работе использовали самок белых беспородных крыс весом 180-200 г. В варианте in vivo крысам внутрибрюшинно вводили 0,5 мл 4% раствора таурина содержащего 14C-таурин активности 0,2 мккюри/ммоль в течение 10 дней или 0,2 мл интравентриально. Ткани, роговицу сетчатки, мышцы у забитых животных быстро отбирали, промывали раствором Хэнкса и анализировали, используя сцинтилляционный детектор и анализатор фирмы Beckman. Для повышения точности в отдельных опытах использовали объединенные пробы сетчатки и роговицы от 5-7 животных.

В варианте in vitro сетчатку глаза крыс быстро препарировали промывали в растворе Хэнкса и помещали как переживающую культуру в питательную среду 199 с добавлением 10% сыворотки крупного рогатого скота. 14С-таурин с активностью 0,2 мккюри/мм добавляли в культуральную среду с концентрацией стабильного таурина 5*10-4 мм.

Рис.1. Зависимость скорости аккумуляции 14С-таурина в переживающей ткани сетчатки (I) и роговицы (2). Величины представлены в координатах Михаэлиса-Ментена как средние из 5 независимых опытов.

Рис.2. Накопление 14С-таурина в сетчатке глаза крысы при двух способах введения: 1. внутрибрюшинное 10 дневное введение (нижняя шкала); 2. внутриглазное однократное введение (верхняя шкала).

Проведенные опыты показали высокую тропность таурина к глазным тканям. В опыте с переживающими тканями сетчатка и роговица аккумулировали таурин против концентрационного градиента с относительно высокой скоростью, причем его пул в первой ткани на 25% был выше второй.

В опытах in vivo при внутриглазном введении относительный максимум накопления таурина в сетчатке отмечен через 20-30 минут. В то же время при внутрибрюшинном введении приблизительно тот же уровень таурина в сетчатке устанавливался только через 4-6 дней, при ежедневном введении. Такая закономерность может быть, очевидно, объяснена трудностью прохождения таурина через гематоэнцефалический барьер, что отмечалось в литературе, и большей скоростью выведения его из мышечной и других тканей.

В целом, в опытах были подтверждены ранее опубликованные данные об активном транспорте и аккумуляции таурина в глазных тканях.

Субконъюнктивальное введение таурина

Сравнительно низкая проницаемость гематоэнцефалического барьера для таурина затрудняет воспроизведение его нейрохимических эффектов при периферических способах введения. Особенности кровоснабжения и проницаемости гематоэнцефалического барьера для гипоталамуса позволяют предполагать реализацию возможных нейрохимических эффектов таурина при субконъюнктивальном способе его введения и, возможно, приравнять его к центральным. В связи с тем, что для таурина не доказано наличие иных метаболических превращений, кроме конъюгации с желчными кислотами, мы исходили из предположения, что весь определяемый нами счет метки относится к таурину.

Результаты эксперимента по исследованию закономерностей распределения меченого 14С-таурина при его субконъюнктивальном введении животным свидетельствуют о наличии накопления метки в ткани гипоталамуса с максимумом через 6 ч после введения препарата (рис.24) и одновременным снижением уровня метки в плазме крови животных (рис 25).

На этом фоне кривая накопления |4С-таурина в целом мозге (рис.26) имеет вид, сходный с таковой для гипоталамуса, однако в мозге отмечается рост счёта метки вплоть до 5 сут эксперимента. Одновременно, кривая, отражающая закономерности накопления |4С-таурина для плазмы крови (рис.25) соответствует классической кривой элиминации, за исключением падения счета через 2 ч, после чего вновь наблюдалось увеличение счета (3 и 6 ч).

На основе полученных данных можно предположить существование процессов пассивной диффузии и активного транспорта таурина в гипоталамус при его субконъюнктивальном введении. Указанные процессы определяются особенностями кровоснабжения этого отдела, на что указывает высокий уровень накопления меченого 14С-таурина в гипоталамусе уже через 30 мин после введения метки (рис.24). Очевидно, что в дальнейшем (1-120 ч) таурин проникает в мозг только путём активного транспорта, что подтверждается характером элиминации метки из крови: наиболее интенсивное накопление метки в гипоталамусе (6 ч) по времени совпадает с резким снижением счёта в плазме крови, где эта кривая явно отклоняется от обычной экспоненциальной формы (рис.25).

Рис. 24. Накопление метки в ткани гипоталамуса после однократного субконъюнктивального введения 30 Ci 14С-таурина

Рис. 25. Счет метки в плазме крови крыс через различные сроки после однократного субконъюнктивального введения 30Ci 14С-Таурина.

Рис. 26. Накопление метки в целом мозге крыс после однократного субконъюнктивального введения 30 Ci |4С-Таурина.

Из полученных нами данных очевидно, что мозг имеет более чем одну систему активного транспорта таурина: с более низким сродством была активной и явно превалировала в гипоталамусе в ранние сроки (3 ч) от введения 14С-таурина, т.е. на фоне высокой концентрации метки в системном кровотоке; другая, очевидно, была ответственной за поздний (до 120 ч) подъём кривой в целом мозге и, таким образом, может быть преимущественно представлена в других структурах ЦНС. Кроме этого, в гипоталамусе имеется также пассивная диффузия таурина, чем объясняется проникновение метки в первые минуты после введения. В то же время, в гипоталамусе вплоть до конца эксперимента счёт метки оставался стабильно высоким с тенденцией к наличию второго максимума накопления — к 3 сут после введения.

Кинетические константы для таурина, рассчитанные из данных настоящего эксперимента, составили:

а) в гипоталамусе:
константа элиминации 0,01016 ± 0,00552 мин-1
период полувыведения T1/2 68,22 мин
константа скорости всасывания Kt 0,72122 ± 0,37076
среднее время всасывания 1,38 мин
период полувсасывания 0,96 мин
максимальная концентрация 3,32 (срm*1000)

б) в плазме крови:
период полувыведения Т1/2 13,88 час
константа элиминации 0,05 ± 0,026 мин-1

Таким образом, данные настоящего эксперимента подтверждают, что таурин является относительно долгоживущим соединением в ЦНС, и свидетельствуют, что:

1) субконъюнктивальное введение таурина позволяет получить его избирательное накопление в гипоталамусе за счет пассивной диффузии соединения, что можно объяснить особенностями кровообращения этого отдела мозга — наличием у гипоталамуса и тканей глазницы общих путей венозного оттока;

2) мозг располагает как минимум двумя системами активного транспорта Таурина, причем одна из них вызывает раннее, т.е. в первые часы после введения таурина, проникновение соединения, и представлена в гипоталамических структурах;

3) эффекты таурина при его субконъюнктивальном введении могут быть получены не только в гипоталамусе, но и в других структурах ЦНС и могут иметь длительный характер.

Одновременно, субконъюнктивальное введение Таu в течение 15 суток в суммарной дозе 650 мг/кг (1/10 LD50) приводило в сроке 3 сут к повышению содержания Тrр во всех отделах мозга; -А1а — в стриатуме и гипоталамусе; GABA — в гипоталамусе. Содержание возбуждающих трансмиттеров Asp и Glu увеличивалось на 1 сутки опыта в стволе мозга и уменьшалось в стриатуме на 3 сутки, в сроках опыта 8 и 15 сут изменений в определяемых показателях не зарегистрировано (рис.27).

Во все сроки опыта, кроме 15 сут, в стволе мозга наблюдалась достоверная положительная корреляция Таu - -А1а в опытных группах и ее отсутствие (или отрицательная корреляция на 8 сут) в контроле. В стриатуме такая же картина наблюдалась к 15 сут опыта (рис.27).

В стволе мозга на сроках 1 и 3 сут после введения Таu появлялась положительная корреляция Таu - Asp; кроме того, в сроках 3 и 8 сут — положительные корреляции между уровнями Таu, с одной стороны, и DA и его метаболитов — DOPAC и HVA, с другой. В гипоталамусе наблюдалось появление положительной корреляции Таu - Gly в сроках 1, 3 и 8 сут, а также исчезновение Таu - GABA -— в сроках 1 и 3 сут (рис.27).

Таким образом, субконъюнктивальное введение Таu приводит к дисбалансу в содержании тормозных и возбуждающих аминокислот-трансмитторов в среднем мозге и гипоталамусе и, в меньшей степени, в стриатуме. Кроме этого, субконъюнктивальное введение Таu приводит к повышению в отделах мозга Тrр в коротких сроках эксперимента. Отсутствие повышения содержания Таu в отделах мозга в определенной мере может объясняться появлением положительной корреляции между его уровнями и уровнем его транспортного антагониста, -А1а, зарегистрированной в стволе мозга.

Рис.27 Изменения содержания свободных аминокислот, биогенных аминов, их предшественников и метаболитов в отделах головного мозга крыс в динамике субконъюнктивального введения таурина в суммарной дозе 1/10 LD50.